Philaenus spumarius (Hemiptera Aphrophoridae, Sputacchina maggiore o dei prati) non era (quasi) mai stato considerato un fitofago dannoso in Europa fino alle evidenze della sua capacità di trasmettere Xylella fastidiosa subsp. pauca, responsabile del Complesso del Disseccamento Rapido dell’Olivo (CoDiRO).
La gravità della malattia inflitta da X. fastidiosa agli olivi ed altre piante legnose, ci obbliga oggi a controllare le popolazioni dell’insetto, che può essere considerato il nuovo fitofago chiave dell’olivicoltura. Il controllo razionale richiede di scegliere le strategie, i mezzi, le azioni ed i tempi di esecuzione in funzione della loro massima efficacia. Il controllo del vettore, importante in aree già infette, è cruciale per rallentare o fermare l’invasione in zone non ancora raggiunte dal batterio. Tuttavia, al fine di minimizzare l’impatto sugli organismi non target, si pone la necessità di utilizzare una strategia di gestione integrata basata sulla sinergia di mezzi meccanici/fisici, agronomici e chimici.
Biologia, sviluppo postembrionale e tecniche di campionamento della sputacchina
La sputacchina P. spumarius sverna allo stadio di uovo. Lo sviluppo post-embrionale inizia a fine febbraio e termina i primi di giugno. Neanidi e ninfe si alimentano prevalentemente su piante erbacee sia spontanee sia coltivate, al riparo di una massa muco-schiumosa da loro stesse prodotta. Da fine aprile e fino a novembre gli adulti si spostano in massa fra diverse piante ospiti di specie erbacee o legnose, purché in vegetazione. Per campionare adulti e stadi giovanili sono state impiegate osservazioni dirette, trappole cromotattiche (meglio che cromotropiche) adesive gialle, retini da sfalcio e aspiratori a bocca, adoperati sulla chioma degli ulivi o sul manto erboso.
È stata tentata la conta diretta all’interno di unità di campionamento (transetti) collocate in modo casuale nel manto di erbe spontanee, per stimare la popolazione delle ninfe che, convenzionalmente, sono state raccolte in campo e contate in laboratorio, a occhio nudo ovvero con stereomicroscopio, e poi conservate in alcool etilico al 75%.
Le tecniche di campionamento tradizionali si sono rivelate macchinose e costose in termini di tempo e lavoro. Per questi motivi è stata sperimentata una metodica innovativa dedicata agli stadi preimaginali di sputacchina. In tale campionamento sono state raccolte con un criterio di casualità tutte le piante presenti nel transetto, che sono poi state sottoposte in laboratorio ad un triplo lavaggio in soluzione fisiologica allo scopo di dissolvere gli sputi e distaccare gli insetti. Questi ultimi sono stati prontamente filtrati, per essere accuratamente raccolti vivi. Questa tecnica innovativa, chiamata AquaSamPling (ASP), oltre che ridurre i tempi lavorativi, è risultata essere più efficace del 20-50% in termini di accuratezza rispetto alla convenzionale.
Mezzi fisici
Il campionamento degli stadi giovanili serve a programmare l’azione di controllo in corrispondenza del massimo numero di ninfe di quarta-quinta età. Il controllo durante gli stadi giovanili è essenziale per ridurre le popolazioni del vettore prima che questo raggiunga lo stadio adulto, capace di acquisire e trasmettere Xylella fastidiosa.
A tale scopo, è stata già proposta una lavorazione superficiale del terreno molto simile a quella tradizionalmente eseguita contro le erbe spontanee; questa lavorazione se opportunamente cadenzata ed eseguita, causa una mortalità per schiacciamento del 85-90% agli stadi preimmaginali.
Nel 2017 sono state inoltre provate macchine a vapore (60-90°C) somministrato direttamente con una lancia contro gli stadi giovanili. L’efficacia di queste macchine per il diserbo, la corretta temporizzazione e l’ingegnerizzazione della distribuzione di acqua/vapore al momento della lavorazione superficiale consentirebbero di eseguire un’unica azione di controllo diserbante e insetticida a bassissimi costi energetici, economici e di impatto. In combinazione con il vapore, inoltre, sono in corso alcune sperimentazioni volte a verificare l’efficacia di insetticidi di origine vegetale basati su sali potassici di acidi carbossilici (C14 – C20) (FLiPPER®) e acido pelargonico (acido nonanoico), messo a disposizione dalla società AlphaBio Control Ltd.
Il controllo chimico è riservato agli adulti di sputacchina Philaenus spumarius quando questi si spostano dalle erbe sulla chioma degli olivi dai quali, se infetti, possono acquisire il patogeno vegetale. In questa fase della protezione della pianta, affinché la distribuzione sia efficace, la scelta del formulato e del momento d’intervento sono strategici.
Inoltre, è necessario agire contro i vettori adulti prima che questi divengano infettanti o che riescano a trasmettere X. fastidiosa. A tal proposito sono stati valutati diversi insetticidi, sostanze naturali o inerti (estratto di olio di agrumi, caolino, zeolite) e molecole di sintesi (Deltametrina, Buprofenzin, Imidaclo-prid) per sopprimere le popolazioni adulte. I neonicotinoidi (MoA: 4a; MoE: ingestione) e i piretroidi (MoA: 3a; MoE: con-tatto ed ingestione) hanno mostrato la massima efficacia. Scarsa nel tempo è risultata l’azione di formulati a base di Dimetoato.
Nessuna efficacia hanno mostrato i prodotti contenenti Buprofenzin, Pimetrozine (MoA: 9b; MoE: ingestione) e Spirotetramat. Per il momento non sono state espresse le necessarie considerazioni di opportunità nella scelta di uno due fra i formulati disponibili, preferibilmente con diverso MoA. Recentemente, in Italia è stato registrato un formulato per la distribuzione su olivo contro Philaenus spumarius, l’Epik a base di Acetamiprid, un neonicotinoide (MoA IRAC: 4a; MoE: ingestione).
Mentre un secondo formulato, il Closer 240 SC a base di Sul-foxaflor (MoA IRAC: 4c; MoE: contatto e ingestione) è stato testato in laboratorio e in campo controllando efficacemente gli adulti del vettore. I formulati sono stati anche iniettati con dispositivi innovativi come il BITE (Blade for Infusion in Trees), che riteniamo essere una tecnologia di distribuzione dei formulati meno impattante sull’ambiente.
Mezzi biologici
Una serie di fortunati eventi ci ha permesso di individuare nel genere Zelus (Hemiptera Reduviidae), di origine Neartica ma acclimatato da anni in diverse nazioni europee fra il 2011 e il 2016, specie interessanti di predatori come lo Zelus renardii. Il Reduvide è un efficace predatore dello psillide Macrohomotoma gladiata (Hemiptera Psylloidea). Introdotta in Europa qualche anno fa e originaria dell’Estremo Oriente, la psilla infesta le piante del genere Ficus. Zelus e Macrohomotoma, provenendo da due estremi del mondo, si sono incontrati sugli apici dei Ficus ornamentali spesso ora piantati sulle coste mediterranee.
Si è provato ad offrire individui adulti di sputacchina a Zelus, constatando in pochi secondi l’aggressione letale dello Zelus. Ulteriori esperimenti e osservazioni sistematiche (in corso) dimostrano l’appetito di questo antagonista e la sua attitudine ad uccidere un gran numero di vettori. Z. renardii, se allevato in modo massale, potrebbe essere un efficace agente di controllo biologico negli oliveti, da utilizzare in programmi per inondazione. Nelle prove di allevamento sono state ottenute discrete performance utilizzando diete a base di fegato. Attualmente siamo impegnati a capire se lo Zelus possa essere allevato su diete completamente sintetiche e facilmente conservabili.
L’antagonista potrebbe esser impiegato per contrastare la diffusione del batterio lanciando Zelus adulti in corrispondenza dell’inizio di sfarfallamento del vettore.
I lanci dovrebbero ripetersi di anno in anno previa valutazione della popolazione residua di Zelus, a partire dal secondo anno di lancio. Stiamo inoltre valutando anche la capacità dello Zelus di stabilizzare l’ecosistema oliveto, eventualmente riformulando le strategie disponibili di gestione integrata. La Puglia ha forse un’arma in più per combattere Philaenus spumarius, principale vettore di Xylella fastidiosa, batterio da quarantena che dal 2012 sta decimando gli ulivi del Salento e che è ormai giunto alle porte della provincia di Bari.
Autori: Picciotti U.1, D’Accolti A.1, Schiavarelli A.1, Gammino R.P.1, Diana F.1, Salerno M.1, Sefa V.2, Russo V.1, Garganese F.1, Diana L.2, Porcelli F12.
1 CIHEAM IAMB, 70010 Valenzano (BA) – 2 Dipartimento di Scienze del Suolo, della Pianta e degli Alimenti, Università degli Studi di Bari Aldo Moro, 70126 Bari
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